Urna de reposición y rellenador blau de doble sonda

Bueno pues hoy os escribo para contaros mi ultimo brico, se trata de una urna de reposición de agua evaporada con su rellenador blau de doble sonda.

La urna tiene unas medidas de 36x36x36 que son unos 45l descontando el cristal,  a esta le he puesto una tapa de polipropileno para evitar la evaporación, todos esto de fabricación propia, os dejo unas fotitos para que la veais.

IMG_6185 IMG_6254 IMG_6255 reposicion  Ahora os comento un poco sobre el rellenador de doble sonda de blau, para empezar os diré que me decepciono mucho el comprobar su calidad ya que al intentar montar la sonda, no había suficiente rosca para que la tuerca apretase, yo por mi trabajo tengo facilidad para modificar la pieza para aprovechar las sondas, pero igual otra persona no tiene estos medios y se encuentra que no puede montar el aparejo, os dejo unas fotos donde se ve el problema y la solución que le di para poder montarlo.

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Aquí podeís ver la insuficiente rosca de la sonda.

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Y aquí ya el apaño, lo que hice fue fresar el acrílico para que sobresaliera más y poder fijar con la tuerca la sonda al soporte.

 Comentado el problema, sigo por deciros un poco el funcionamiento del rellenador. Este cuenta con dos sondas, una para controlar el nivel de agua en el acuario, llenándolo automáticamente cuando baja el nivel mediante una bomba que viene en el conjunto y la otra para controlar el nivel de agua en la urna de reposición, esta sonda es importante ya que evitara que la bomba trabaje en seco, evitando que se queme. Ya os iré contando los resultados que da, un saludo.

La disminución del crecimiento de Stylophora pistillata con densidad elevada de nutrientes

La disminución del crecimiento de Stylophora pistillata con densidad elevada de nutrientes zooxantelas  se explica en gran parte por la limitación DIC

Por Alwin Hylkema (b *), Tim Wijgerde (a *), Ronald Osingaa
Las altas concentraciones de nutrientes son conocidos en general a afectar negativamente a la calcificación coral. Esta reducción de la tasa de calcificación a menudo se asocia con un aumento de la densidad de zooxantelas, pero poco se sabe sobre el mecanismo de inhibición de la calcificación subyacente. En este estudio, se evaluó los efectos limitantes de carbono inorgánico disuelto (DIC) sobre las tasas de crecimiento de Stylophora pistillata antes y después de cinco semanas de nitrógeno y el enriquecimiento de fósforo. El enriquecimiento de nutrientes resultó en un aumento significativo en la densidad de zooxantelas y la inhibición de la calcificación, medido usando la técnica de anomalía alcalinidad. Limitación DIC era el factor causal principal de esta inhibición; una duplicación de la concentración de bicarbonato no sólo restaura pero mejorado en gran medida las tasas de calcificación de colonias con densidades de zooxantelas elevadas.En alta concentración de bicarbonato, se ha encontrado ningún efecto negativo significativo de enriquecimiento de nutrientes en el crecimiento de los corales. El mecanismo causal detrás de inhibición de la calcificación debido al enriquecimiento de nutrientes es más probable que una mayor competencia para el carbono inorgánico disuelto, ya sea entre las zooxantelas o entre el host de coral y sus dinoflagelados simbióticos. Este efecto altamente limitante de la CID en el crecimiento de coral en las concentraciones de nutrientes elevados tiene implicaciones importantes para la acuicultura y la cría de coral.
 

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Introducción

C arrecifes orales se encuentran entre los ecosistemas más biodiversos y equivalen a la producción primaria de los bosques tropicales [1]. En contraste con su alta productividad, las aguas del arrecife de coral son oligotrophic, con nitrógeno (N) a menudo por debajo de 0,6 mol L -1 y fósforo (P) por lo general por debajo de 0,2 mol L -1 [2]. Una característica clave que explica la supervivencia de los corales escleractinios en un entorno tan pobre en nutrientes es su endosimbiosis con zooxantelas, dinoflagelados del género Symbiodinium [3]. El anfitrión de coral ofrece las zooxantelas con desechos metabólicos en forma de nitrógeno, fósforo y dióxido de carbono (CO 2 ), mientras que la transferencia de las zooxantelas su exceso de fotosintatos al host [3,4]. Esta apretada reciclaje de nutrientes dentro de la simbiosis asegura el crecimiento y la supervivencia de los arrecifes de coral en los oligotróficos “desiertos azules” del mar.

La deforestación, la urbanización y la intensificación de la agricultura causa una mayor erosión del suelo y la escorrentía de las tierras. Combinado con las actividades de eliminación de aguas residuales y de la acuicultura, esto se traduce en la eutrofización de las aguas costeras y expone a los arrecifes de coral de los sedimentos superiores a lo habitual y las concentraciones de nutrientes [1,5,6,7,8]. La investigación sobre los efectos de la eutrofización en los arrecifes de coral se centra principalmente en el ecosistema del arrecife, aunque hay estudios que investigan los efectos primarios de los nutrientes en el crecimiento de los corales y la fisiología.

Las altas concentraciones de nutrientes son generalmente aceptados para afectar negativamente a la calcificación de los corales [9,10,11,12,13], aunque hay algunos estudios que reportan ningún efecto [14] o los dos aumentos y disminuciones [15]. Reducción inducida por nutrientes de calcificación de los corales a menudo se atribuye a la respuesta de la población zooxantelas simbióticas dentro del coral a un aumento de la disponibilidad de nutrientes [4,9,10,16,17]. Varios estudios muestran que la exposición al nitrógeno inorgánico elevada o combinados concentraciones de nitrógeno y fósforo inorgánico resultados en las densidades de zooxantelas superiores [4,9,10,16,17], el aumento de las tasas generales de la fotosíntesis y la reducción de las tasas de calcificación [10,11,18].

El mecanismo propuesto es que las zooxantelas, que ya no nutrientes son limitados, retener más productos fotosintéticos para su propio crecimiento y mantenimiento, reduciendo así la cantidad de carbono orgánico translocado que puede ser respirado por el anfitrión coral para producir energía para la calcificación coral [3 , 4].Junto a la reducción translocación de fotosintatos al host de coral, otro mecanismo ha sido propuesto para explicar el efecto negativo de enriquecimiento de nutrientes en el crecimiento de los corales. Como los corales y las zooxantelas utilizan el mismo carbono inorgánico disuelto (CID) sustratos (CO 2 , HCO 3 ) para la calcificación y la fotosíntesis, respectivamente [19], las densidades de zooxantelas en nutrientes impulsado elevadas puede aumentar esta competencia en favor de los simbiontes, con ello negativamente afectando calcificación de los corales. Una tercera explicación para reducir la calcificación bajo enriquecimiento de nutrientes es que el enriquecimiento de nutrientes conduce a una disminución en las tasas de fotosíntesis por Zooxanthellae, debido a la competencia entre los simbiontes DIC sí mismos y la limitación de luz causada por la auto-shading [17]. Esto, a su vez, podría resultar en una menor transferencia de fotosintatos al host de coral, y por lo tanto en una disminución de las tasas de calcificación. Finalmente, el envenenamiento de cristal de la matriz esquelético creciente por moléculas de fosfato puede afectar negativamente a la calcificación coral [33].

Marubini y Thake [20] demostraron que la adición simultánea de DIC (como HCO 3 ) y nitrógeno confiere protección contra el efecto negativo de enriquecimiento de nitrógeno en la calcificación en Porites Porites . Sin embargo, Marubini y Thake [20] no midieron las densidades de zooxantelas. Por lo tanto, el mecanismo de limitación de la CID de calcificación bajo enriquecimiento de nutrientes permanece sin confirmar. Además, los efectos de la adición simultánea de nitrógeno y fósforo inorgánico pueden variar entre las especies de coral. Por lo tanto, el objetivo de este estudio fue determinar los efectos a corto plazo del aumento DIC ambiente en las tasas de calcificación en otra especie de coral escleractinios, Stylophora pistillata , tanto en condiciones basales y en condiciones de, densidades de zooxantelas en nutrientes impulsado elevadas. S. pistillata fue elegido como se sabe que presentan densidades de zooxantelas elevadas y las tasas de calcificación reducidos bajo condiciones de enriquecimiento de nutrientes [11].

 

Materiales y METODOS

Declaración de Ética

Corales criados en cautiverio fueron proporcionados por Burgers ‘Zoo BV (Arnhem, Países Bajos). Todos los experimentos se llevaron a cabo en la Universidad de Wageningen (Wageningen, Países Bajos). Se requiere la aprobación de un comité de ética, como los corales escleractinios están exentos de la legislación sobre el uso de animales de laboratorio en la Unión Europea (Directiva 2010/63 / UE).

Estudio de Especies y la cría

Para este estudio, un genotipo de los corales escleractinios Indo-Pacífico Stylophora pistillata (Esper, 1797) se obtuvo de Burgers ‘Zoo BV (Arnhem, Países Bajos). En el momento de este experimento, este clon había estado en la acuicultura durante al menos cinco años. Ocho colonias de tamaño similar y 24 prominencias se fragmentaron con un cortador de alambre y se unieron a una baldosa de PVC (Wageningen UR, Wageningen, Países Bajos) con pegamento de cianoacrilato a base de gel (Bison, Goes, Países Bajos). Colonias y prominencias se dividen por igual y se mantienen en dos acuarios de 360 l; un control y un acuario de tratamiento y se les permitió dos semanas para recuperarse antes de que comenzara el experimento. Las cuatro colonias en el acuario de control garantizan las condiciones idénticas en ambos acuarios, pero no se utilizaron para cualquier medición. En ambos tanques, restos y colonias fueron rotados semanalmente y de forma aleatoria en la mesa de PVC. Excepto para el tratamiento de enriquecimiento de nutrientes (ver apartado siguiente), la cría era exactamente el mismo para ambos acuarios. Corales se colocaron en una corriente de agua (caudal de 5 cm s -1), creado por una corriente de 6.085 Turbelle bomba (Tunze Acuarística GmbH, Penzberg, Alemania). Irradiancia fue proporcionada por dos luminarias con cuatro 54W Aquablue T5 Especial bombillas cada una (ATI, Hamm, Alemania). Irradiancia cuántica (QI) sobre las tablas de PVC fue de 250 (± 5) cuantos mol m -2 s -1 y 12:12 h luz: oscuridad ciclo se mantuvo. A temperatura constante de 26 C (± 0,5) se mantuvo con un calentador de 500W de titanio (Aquatic Naturaleza, Roeselare, Bélgica). Un fraccionador de espuma MCE 600 (Deltec GmbH, Delmenhorst, Alemania) se utiliza para eliminar los residuos orgánicos, mientras que una instalación UV externo (Aquamedic GmbH, Bissendorf, Alemania) impidió la formación de microalgas y bacterias flores en el agua.

Los parámetros del agua se midieron de 3 a 5 veces a la semana (Tabla 1). La temperatura y la salinidad se mantuvieron a 26,0 ° C (± 0,5) y 35,0 g L -1 (± 0,2), respectivamente. La alcalinidad y el pH se midieron utilizando un titulador automático TitraLab TIM-580 (Radiometer Analytical SAS, Lyon, Francia). Un estándar de alcalinidad de 2,5 mEq L -1 (Salifert, Duiven, Países Bajos) fue utilizado para verificar la exactitud de titulación.Las medidas repetidas mostraron una precisión titulación de ± 0,01 mEq L -1 . El sensor de pH se calibró usando pH 7 y pH 10 tampones (WTW GmbH, Weilheim, Alemania) enriquecido en 25,4 g L -1 NaCl (o 10 g L -1 Na + ), para aproximar la fuerza iónica del agua de mar. El calcio se midió con un kit de prueba Profi de calcio, con una precisión de ± 5 mg L -1 (Salifert BV, Duiven, Holanda). Amonio, nitrato y fosfato se midieron con un espectrofotómetro Hach DR2800 (Hach-Lange GmbH, Düsseldorf, Alemania). Después de cada medición de la alcalinidad se ajustó a 2,4 mEq L -1 (2,346 eq kg -1 ) mediante la adición de NaHCO 3 (Merck KGaA, Darmstadt, Alemania), mientras que la concentración de calcio se ajustó a 400 mg L -1 (9,756 mol kg -1 ) utilizando CaCl 2 • 2H 2 O (VWR International, Lovaina, Bélgica).

Tabla 1: La media de los parámetros del agua (± DE) y el número de mediciones (n) por el parámetro de control (C) y tratamiento (T) acuarios durante el período inicial y la exposición.Tenga en cuenta que todos los valores de los nutrientes se han redondeado al segundo decimal.
Parámetro n Inicial Período inicial la exposición n Período de exposición
C acuario T acuario C acuario T acuario
T (° C) 18 25,9 ± 0,1 25,9 ± 0,3 20 25,9 ± 0,2 25,9 ± 0,3
salinidad (g L -1 ) 18 34,9 ± 0,2 34,9 ± 0,2 20 35,2 ± 0,1 35 ± 0,1
alcalinidad (mEq L-1 ) 20 2,29 ± 0,272 2.32 ± 0.15 20 2.27 ± 0.19 2.29 ± 0.16
pH 18 8.39 ± 0.18 8.42 ± 0.13 20 8.34 ± 0.07 8.42 ± 0.11
Ca 2+ (mg L -1 ) 15 399 ± 7 399 ± 4 19 399 ± 8 399 ± 5
NH 4 + -N (mol L -1) 9 0,53 ± 1,59 0,00 ± 0,00 15 0,00 ± 0,00 9,66 ± 8,29
NO 3 -N (mol L -1) 9 3,19 ± 2,21 1.36 ± 0.38 15 1,92 ± 0,55 2,78 ± 1,98
N total (mol L -1 ) 9 3,72 ± 3,32 1.36 ± 0.38 15 1,92 ± 0,55 12,44 ± 8,26
PO 4 3- -P (mol L -1) 10 0,58 ± 0,60 0.11 ± 0.12 15 0.39 ± 0.19 2,32 ± 0,93
NH 4 + -N (mg L -1 ) 9 0.01 ± 0.02 0,00 ± 0,00 15 0,00 ± 0,00 0.14 ± 0.12
NO 3 -N (mg L -1 ) 9 0.05 ± 0.03 0.02 ± 0.01 15 0.03 ± 0.01 0.04 ± 0.03
N total (mg L -1 ) 9 0.05 ± 0.05 0.02 ± 0.01 15 0.03 ± 0.01 0.17 ± 0.12
PO 4 3- -P (mg L -1) 10 0.02 ± 0.02 0,00 ± 0,00 15 0.01 ± 0.01 0,07 ± 0,03

El enriquecimiento de nutrientes

Durante un período inicial de cuatro semanas las concentraciones de nutrientes se mantienen lo más bajo posible, tanto en acuarios (Tabla 1). Durante un periodo de exposición de cinco semanas consecutivas, las concentraciones de nutrientes del acuario tratamiento se ajustaron a diario a 20 mol L -1 N, utilizando un 1 mol L-1 NH 4 Cl solución (Merck KGaA, Darmstadt, Alemania), y 3 mol L -1 P, usando un 0,2 mol L -1 Na 2 HPO 4 solución (Merck KGaA, Darmstadt, Alemania). Esto resultó en una concentración media de N 12,44 (± 8,26 SD) mol L -1 y una concentración de P media de 2,32 (± 0,93 SD) mol L -1 . En el acuario de control, las condiciones de nutrientes se mantuvieron lo más baja posible durante el período de exposición. En el acuario tratamiento, las concentraciones de nutrientes durante el período de exposición eran seis a ocho veces mayor en comparación con el período inicial (Tabla 1).

Calcificación Medidas a corto plazo antes y después de Nutrientes Enriquecimiento

Los cuatro S. pistillata colonias mantenidas en el acuario de tratamiento se utilizaron para investigar los efectos limitantes de la CID en la calcificación de los corales con mayores densidades de zooxantelas. Esto se logró mediante la incubación de todas las colonias bajo dos diferentes concentraciones de alcalinidad, la alcalinidad natural (2,40 mEq L -1 ) y alta alcalinidad (4,80 mEq L -1 ), antes (t = 0 w) y después de cinco semanas (t = 5 W) la exposición a concentraciones elevadas de N y P. Las tasas de calcificación a corto plazo durante los cuatro tratamientos se midieron utilizando la técnica anomalía alcalinidad [21,22].

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Figura 1: Arreglo experimental utilizado para las mediciones de calcificación de corto plazo.

La configuración experimental consistía en cinco células de incubación, que fueron conectados a través de camisas de agua (Figura 1). Agua desionizada fluye entre las dos paredes de las camisas de agua se controla mediante un enfriador de acuario TC 20 (TECO SRL, Rávena, Italia) y se aseguró una temperatura constante de 26 ± 0,5 ° C en las células. Los lotes de agua de mar en las células no estaban conectados entre sí, resultando en cuatro mediciones independientes y por lo tanto evitando pseudoreplication. Barras agitadoras magnéticas siempre que los corales con el flujo de agua (aproximadamente a 5.10 cm s -1 ). Se burbujeó aire a una velocidad de 60 ml minuto -1 para eliminar el exceso de oxígeno producido por fotosíntesis coral. El oxígeno disuelto se controló constantemente con tres HQ40D multi-metros y LDO101 luminiscentes sondas de oxígeno disuelto (Hach-Lange GmbH, Düsseldorf, Alemania) y se mantuvo entre 100% y 115% de saturación (o 6,36 a 7,32 mg O 2 L-1 ). El montaje experimental se iluminó con una luminaria T5 con seis bombillas Aquablue T5 Especial (ATI, Hamm, Alemania). Irradiancia se mantuvo a 500 mol m -1 s -1 , el doble de la cantidad utilizada por encima de la acuarios, para asegurar la irradiancia no estaba limitando la fotosíntesis. Las colonias fueron distribuidos al azar entre las células para el primer tratamiento y esta distribución se mantuvo durante todo el experimento para excluir variación por colonia por otros factores que alcalinidad tanto como sea posible. Todos los corales fueron expuestos al mismo tratamiento de forma simultánea, lo que permite el uso de una célula de control para cada tratamiento.

Al comienzo de cada tratamiento, la concentración de calcio del agua del acuario se ajustó a 400 mg L -1 . Un cubo con 10 L de agua del acuario y NaHCO 3 se usaron para preparar agua de mar con la alcalinidad necesaria.Después de 10 minutos de homogeneización, cada celda se llenó con 1,38 L de agua preparada. Después de 15 minutos el tiempo de aclimatación, el experimento comenzó. Todos los S. pistillata colonias mostraron pólipos bien extendidos antes de cada tratamiento, indicando las colonias no estaban estresados. En t = 0 h, 80 ml ​​de agua se extrajo de cada célula para mediciones de alcalinidad y de nutrientes, dejando un volumen de incubación neto de 1,3 L. En t = 6 h, la alcalinidad y nutrientes se midieron de nuevo. Los cambios en nutrientes inorgánicos (fosfato de amonio) y afectan a la alcalinidad total [23]. Para sortear este potencial artefacto, cambios en NH 3 y PO 4 3- se midieron las concentraciones y transformar a los cambios de alcalinidad en meq L -1y posteriormente utilizan para corregir todos los datos, incluyendo los controles. Se utilizó mmol L -1 a mEq L -1proporciones de 1: 1 y 1: 3 para NH 3 y PO 4 3- , respectivamente. El cambio de la alcalinidad en cada celda se corrigió para los cambios en la célula de control, para compensar los cambios en la alcalinidad debido a la actividad microbiana y la precipitación en las superficies celulares.

Como un mol CaCO 3 utilizado para la calcificación reduce la alcalinidad con 2 equivalentes molares [24], los cambios de alcalinidad se convirtieron en moles CaCO 3 L -1 mediante el uso de una proporción 1: 2. Al utilizar el peso boyante de cada coral, obtenida antes de cada experimento y corregido para baldosas de PVC y el peso de pegamento, los cambios de alcalinidad se convirtieron a las tasas de calcificación y se expresaron como mg CaCO 3 horas -1 g de peso boyante -1 , produciendo un específico (o relativa ) tasa de crecimiento esquelético.Corrección para el peso boyante es válido para esta especie, ya que tiene una superficie altamente constante a volumen y relación de superficie a masa [25,26,27]. Después de cada tratamiento, las colonias se dejaron recuperar durante al menos 32 h, para reducir el riesgo de un tratamiento que afecta a los resultados de la siguiente.

Determinación de la densidad de zooxantelas

Se analizaron las densidades de zooxantelas de los soportes de botón para servir como sustituto de las densidades de zooxantelas en las colonias experimentales. En t = 0 y t w = 5 w, las puntas de seis prominencias seleccionados al azar del control y el acuario de tratamiento se extrajeron usando un cortador de alambre. Cada punta se pesó utilizando el método de peso boyante y se transfirió a un tubo de 50 ml, en el que se eliminó el tejido usando aire a presión durante un minuto. Se añadieron diez ml de agua de mar artificial y el tubo cerrado se agitó vigorosamente durante un minuto para eliminar todo el tejido de las paredes del tubo y el esqueleto. El esqueleto ahora desnudo se eliminó con pinzas y el tubo se centrifugó durante 10 minutos, a 4 ° C y 4.000 rpm [28]. El sobrenadante, que contiene la mayoría de las células animales, fue cuidadosamente eliminado y el sedimento, que contiene la zooxantelas más pesado, se resuspendió en 750 L de agua de mar artificial. El volumen total de la suspensión se determinó utilizando una pipeta de 1 ml, que se utilizó también para homogeneizar la muestra restante. Una pequeña gota fue trasladado a ambas redes de conteo de un Neubauer mejorado cámara de recuento (LO-Laboroptik Ltd, Lancing, Reino Unido) de los cuales las esquinas superior izquierda, que consta de 16 plazas cada uno, fueron contados y la media se determinó. Como el volumen de una esquina de la cámara de recuento es de 0,1 mm 3 (0,1 l), el número total de zooxantelas por punta podría ser calculado. Densidad de zooxantelas se expresó como gramos zooxantelas peso boyante -1 .

Análisis Estadístico

Todos los análisis se realizaron con SPSS Statistics 19.0 (IBM, Somers, EE.UU.). Residuos de datos zooxantelas y calcificación normalmente se distribuyeron (Shapiro-Wilk, p > 0,05), y los datos zooxantelas también mostraron homogeneidad de varianzas (prueba de Levene, p > 0,05). Un ANOVA de una vía se realizó para probar las diferencias significativas en las densidades de zooxantelas entre los acuarios y los puntos de tiempo, seguido de un post-hoc test de Bonferroni. Se utilizó una de dos vías factoriales medidas repetidas ANOVA para determinar los efectos del enriquecimiento de nutrientes y DIC Además de las tasas de calcificación. Efectos simples se utilizaron para determinar qué tratamientos difirieron significativamente. Los valores de p <0,05 fueron considerados estadísticamente significativos.

Resultados

Efectos de los nutrientes de enriquecimiento en Zooxantelas Densidad

La Figura 2 muestra la pigmentación de S. pistillata colonias después de cinco semanas de exposición a elevadas concentraciones de nutrientes en el acuario de exposición (izquierda) y bajo condiciones oligotróficas en el acuario de control (derecha). Después de enriquecimiento de nutrientes, S. pistillata colonias mostraron claramente aumento de la pigmentación en comparación con las colonias del acuario de control. Las puntas de crecimiento de las colonias enriquecidas con nutrientes también fueron menos pronunciados.

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Figura 2: pistillata Stylophora colonias después de cinco semana de exposición a concentraciones de nutrientes elevadas (izquierda) y en las condiciones oligotróficas (derecha).

La Figura 3 muestra la densidad media de zooxantelas S. pistillata antes y después de la exposición al enriquecimiento de nutrientes elevada. La media de las densidades de zooxantelas de los corales cultivados en el acuario control fueron 2,14 x 10 7 (± 2,59 x 10 6 SD) y 1,64 x 10 7 (± 3,69 x 10 6 SD) zoox g de peso corporal -1 , antes y después del período de exposición, respectivamente. Para el acuario tratamiento, estos valores fueron 1,67 x 10 7 (± 2,25 x 10 6 SD) y 4,45 x 10 7 (± 4,48 x 10 6 SD) zoox g de peso corporal -1 (Figura 3). El análisis estadístico reveló que las densidades de zooxantelas diferían significativamente (ANOVA de una vía, F 3, n29 = 94.52, p = 0.000). En el acuario de control, no se encontraron diferencias significativas en la densidad de zooxantelas antes y después del período de exposición (Bonferroni, p = 0,147), ni eran estos valores diferentes de la densidad de zooxantelas en el acuario de tratamiento antes de que el período de exposición (Bonferroni,p = 0.107 y p = 1,000, respectivamente). Sin embargo, en el acuario tratamiento, la densidad de zooxantelas fue significativamente mayor (2,7 veces) después de la exposición de nutrientes (Bonferroni, p = 0,000), y también significativamente mayor en comparación con ambos valores medidos en el acuario control (Bonferroni, p = 0,000 para ambos comparaciones).

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Figura 3: densidad de zooxantelas (+ SD) de las prominencias en el acuario control y tratamiento media antes y después de la exposición a concentraciones elevadas de N y P (n = 6). Significa compartir un superíndice común no difieren significativamente (p> 0,05).

Efectos de la CID en la calcificación en la línea base y aumento de la densidad zooxantelas

La media de las tasas de calcificación variaron entre los tratamientos, como puede verse en la figura 4. La media de las tasas de calcificación durante naturales (2,4 mEq L -1 ) tratamientos de alcalinidad, antes y después del enriquecimiento de nutrientes, fueron 0,36 (± 0,10 SD) y 0,16 (± 0,07 SD) mg CaCO 3 h -1 g de peso corporal -1 , respectivamente. Durante alto (4,8 mEq L -1 ) tratamientos de alcalinidad, tasas medidos fueron considerablemente más altos. La media de las tasas de calcificación antes del enriquecimiento de nutrientes fueron 0,81 (± 0,17 SD) mg CaCO 3 h -1 g de peso corporal -1 , mientras que después del enriquecimiento de nutrientes significan tasas de calcificación fueron 0,69 (± 0,08 SD) mg CaCO 3 h -1 g de peso corporal -1 .

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Figura 4: La media de las tasas de calcificación (+ SD) durante la exposición para controlar y + tratamientos DIC, antes y después del enriquecimiento de nutrientes (n = 4). * Indica significativamente diferentes medios (p <0,05), ns indica los medios que no son significativamente diferentes.

Un importante efecto principal de la CID en la calcificación se encontró (Tabla 2), con media significativamente mayor tasas de calcificación durante la exposición a 4,8 mEq L -1 en comparación con 2,4 mEq L -1 , con independencia de enriquecimiento de nutrientes. Más adelante, hubo un efecto principal significativo de enriquecimiento de nutrientes en la calcificación (Tabla 2); las tasas de calcificación antes de enriquecimiento de nutrientes fueron significativamente mayores que después de enriquecimiento de nutrientes.

El enriquecimiento de nutrientes no tuvo ningún efecto significativo interactivo con DIC sobre la calcificación (Tabla 2). A pesar de la aparente falta de interacción, las tasas de calcificación del tratamiento alcalinidad naturales disminuyeron significativamente con un 55% después de enriquecimiento de nutrientes (F 1,3 = 21,89, p= 0,018), mientras que las tasas medias de calcificación de los tratamientos de alta alcalinidad no fueron significativamente diferentes entre los nutrientes niveles de enriquecimiento (F 1,3 = 4,36, p = 0,128) (Figura 4).

Tabla 2: Dos vías ANOVA para medidas repetidas, con principales e interactivos efectos del enriquecimiento de nutrientes y DIC en las tasas de calcificación de S. pistillata (n = 4).
Factor F df p
El enriquecimiento de nutrientes 11,697 1 0.042 *
DIC 249.560 1 0.001 *
El enriquecimiento de nutrientes * DIC 4,253 1 0,131
* Indica un efecto significativo ( p <0,05).

Discusión

Cinco semanas de exposición al enriquecimiento de nutrientes como resultado 2,7 veces más altas densidades de zooxantelas de S. pistillata . Esta elevación de la densidad de zooxantelas después del enriquecimiento de nutrientes se ha observado anteriormente, y en el mismo orden de magnitud [4,9,10,16,17]. De acuerdo con investigaciones anteriores [9,10,11,12,13], el enriquecimiento de nutrientes como resultado una disminución del 55% en las tasas de calcificación, a una alcalinidad natural.

Marubini y Thake [19] demostraron que la adición de nitrógeno dio como resultado una disminución del crecimiento de Porites Porites , mientras que el nitrógeno combinado y además DIC no afectaron adversamente el crecimiento, después de lo cual se concluyó que DIC confiere protección contra la inhibición inducida crecido en nutrientes. En el presente estudio, una duplicación de la concentración DIC después de cinco semanas de enriquecimiento de nutrientes como resultado un aumento de tres a cuatro veces en las tasas de calcificación, y en gran medida niega el efecto distorsión de enriquecimiento de nutrientes en el crecimiento.Esto apoya la hipótesis de que la limitación de la CID se intensifica si las zooxantelas población aumenta.Aunque a menudo se sugiere [9,10,17,20], esta limitación no se investigó mediante corales con densidades de zooxantelas elevados confirmados. En lugar de proteger el coral contra el enriquecimiento de nutrientes, la suplementación con bicarbonato alivia el coral de su limitación DIC, evitando así que el retraso del crecimiento.Por lo tanto, la adición DIC no sólo puede prevenir la inhibición inducida por nutrientes de la calcificación, pero también puede restaurar y mejorar en gran medida la calcificación coral después de la exposición a largo plazo para el aumento de las concentraciones de nutrientes. El trabajo de Marubini y Thake [20] y el presente estudio muestran que la intensificación de la limitación DIC después de enriquecimiento de nutrientes se produce tanto en P. Porites y S. pistillata , lo que sugiere que el mecanismo de retraso del crecimiento inducida por nutrientes es consistente entre las diferentes especies de coral escleractinios.

Jokiel [31], ha sugerido que la calcificación y la fotosíntesis son espacialmente segregada en los corales escleractinios, como la calcificación se produce principalmente en las puntas casi zooxantelas libres y la fotosíntesis tiene lugar predominantemente en la base colonia zooxantelas ricos. Esto evitaría una competencia directa para DIC entre estos procesos fisiológicos. Por lo tanto, la limitación DIC después de enriquecimiento de nutrientes probablemente se puede atribuir a la competencia por este sustrato entre las zooxantelas. Sin embargo, no se puede excluir que la difusión tejido de DIC (ya sea como bicarbonato o CO 2 ) entre las áreas de la fotosíntesis activa y la calcificación tiene lugar, en la misma forma que teorizado para los productos fotosintéticos [32], lo que permite la competencia indirecta a ocurrir . Además, el modelo de Jokiel [31] reconoce que la calcificación secundaria se lleva a cabo en zonas de alta fotosíntesis, lo que permite la competencia directa DIC que se produzca. Queda por investigar en qué medida la competencia entre el coral anfitrión y zooxantelas, y la competencia entre las zooxantelas, son los responsables del deterioro observado de calcificación después del enriquecimiento de nutrientes.

Dunn et al. [33] encontró que el aumento de las concentraciones de fósforo afectan negativamente a la densidad del esqueleto del coral escleractinios Acropora muricata , posiblemente debido al envenenamiento de cristal de la matriz ósea en crecimiento. Esta hipótesis está apoyada por el aumento de ratios de P / Ca dePorites esqueletos durante los períodos de aplicación de fertilizantes intenso y cargas de fósforo elevados de partículas en la Gran Barrera de Coral [34]. Como proporcionando DIC adicional como bicarbonato por sí mismo restaurada y aumentada tasas de calcificación de nuestros corales, es probable que el impacto de la intoxicación de cristal, en su caso, era limitado. Futuros experimentos tendrán que revelar en qué medida la limitación DIC y el envenenamiento de cristal son responsables por el retraso del crecimiento en nutrientes impulsado en los corales formadores de arrecifes.

Nuestros resultados tienen implicaciones importantes para la acuicultura y la cría de coral. Si se mantienen los altos niveles de alcalinidad, las tasas de crecimiento de coral pueden permanecer alta en condiciones eutróficas.Esto es especialmente relevante para los acuarios caseros, que a menudo experimentan altos que los niveles naturales de nutrientes inorgánicos debido a altas densidades de población de peces.

 

Agradecimientos

Queremos dar las gracias al personal de la instalación experimental Carus para soporte técnico. Este estudio fue financiado por el Séptimo Programa Marco (7PM 2007-2013) bajo acuerdo de subvención no. 244161 (FORCE).

 

Referencias

  1. Bryant D, L Burke, McManus JW, Spalding M (1998) Arrecifes en riesgo: un indicador basado en mapas de amenazas a los arrecifes de coral del mundo . World Resources Institute: Washington DC.
  2. Kleypas JA, McManus JW, Menez LAB (1999) Límites ambientales para el desarrollo de arrecifes de coral: ¿Dónde trazamos la línea? Am Zool 39: 146-159.
  3. Stambler N (2011) Zooxantelas: los simbiontes amarillo dentro de los animales. En: Dubinsky Z, Stambler N, editores. Los arrecifes de coral: un ecosistema en transición. Springer, Nueva York, pp 87-106.
  4. Falkowski PG, Dubinsky Z, Muscatine L, L McCloskey (1993) Control de la población en los corales simbióticos. Bioscience43: 606-611.
  5. Dubinsky Z, Stambler N (1996) Contaminación Marítima y arrecifes de coral . Glob Chang Biol 2: 511-526.
  6. Koop K, stand D, Broadbent A, Brodie J, Bucher D, et al. (2001) ENCORE: el efecto del enriquecimiento de nutrientes en los arrecifes de coral. Síntesis de resultados y conclusiones . Mar Pollut Bull 42: 91-120.
  7. Fabricius KE (2005) Efectos de la escorrentía terrestre sobre la ecología de corales y arrecifes de coral: revisión y síntesis . Mar Pollut Bull 50: 125-146.
  8. D’Angelo C, Wiedenmann J (2014) Impactos del enriquecimiento de nutrientes en los arrecifes de coral: nuevas perspectivas e implicaciones para la gestión costera y la supervivencia de los arrecifes. Curr Opin Environ Sustain, 7, 82-93.
  9. Stambler N, N Popper, Dubinsky Z, Stimson J (1991) Efectos del enriquecimiento de nutrientes y el movimiento del agua en el coral Pocillopora damicornis. Pac Sci 45: 299-307.
  10. Marubini F, Davies PS (1996) El nitrato aumenta la densidad de población zooxantelas y reduce skeletogenesis en los corales . Mar Biol 127: 319-328.
  11. Ferrier-Páginas C, Gattuso JP, dallot S, Jaubert J (2000) Efecto del enriquecimiento de nutrientes en el crecimiento y la fotosíntesis de los corales zooxantelados Stylophora pistillata. Arrecifes de Coral 19: 103-113.
  12. Ferrier-Pagès C, Schoelzke V, Jaubert J, L y Muscatine Hoegh-Guldberg O (2001) Respuesta de un coral escleractinios, Stylophora pistillata , con el enriquecimiento de hierro y nitrato . J Exp Mar Bio Ecol 259: 249-261.
  13. Renegar DA, Riegl BM (2005) Efecto del enriquecimiento de nutrientes y la presión parcial de CO2 elevado en tasa de crecimiento del coral escleractinios Atlántico Acropora cervicornis. Mar Ecol Prog Ser 293: 69-76.
  14. Hoegh-Guldberg O, Takabayashi M, Moreno G (1997) El impacto del enriquecimiento de nutrientes a largo plazo sobre la calcificación de los corales y el crecimiento. Proc. Octavo Int. Coral Reef Symp. 1: 861-866.
  15. Bucher DJ, Harrison PL (2002) la respuesta del crecimiento de los arrecifes de coral Acropora longicyathusde nutrientes inorgánicos elevados: ¿Las respuestas a los nutrientes varían entre los taxones de coral Proc noveno Int Coral Reef Symp 1: 443-448.
  16. Muscatine L, Falkowski PG, Dubinsky Z, Cook PA, McCloskey LR (1989) El efecto de los recursos de nutrientes externos en la dinámica poblacional de las zooxantelas en un arrecife de coral . Proc R Soc Lond B Biol Sci 236: 311-324.
  17. Dubinsky Z, Stambler N, Ben-Zion M, McCloskey LR, Muscatine L, et al. (1990) El efecto de los recursos externos de nutrientes en las propiedades ópticas y fotosintética eficiencia de Stylophora pistillata. Proc R Soc Lond B Biol Sci 239: 231-246.
  18. Tanaka Y, Miyajima T, Koike I, Hayashibara T, H Ogawa (2007) el crecimiento del coral desequilibrada entre el tejido orgánico y el esqueleto de carbonato causada por el enriquecimiento de nutrientes . Limnol Oceanogr 52: 1139-1146.
  19. Allemand D, Ferrier-Pagès C, Furla P, Houlbrèque F, Puverel S, et al. (2004) biomineralización en los corales formadores de arrecifes: de mecanismos moleculares para el control ambiental . CR Palevol3: 453-467.
  20. Marubini F, Thake B (1999) Además Bicarbonato promueve el crecimiento del coral . Limnol Oceanogr 44: 716-720.
  21. Smith S, D Kinsey (1978) calcificación y metabolismo de carbono orgánico como se indica por el dióxido de carbono . Los arrecifes de coral: los métodos de investigación 5: 469-484.
  22. Wijgerde T, Jurriaans S, M Hoofd, Verreth JAJ, Oxígeno Osinga R (2012) y heterotrofía Afectan La calcificación del fascicularis escleractinios Coral Galaxea. PLoS ONE 7 (12):. E52702 doi: 10.1371 / journal.pone.0052702
  23. Brewer PG, Goldman JC (1976) los cambios de alcalinidad generados por el crecimiento del fitoplancton .Limnol Oceanogr 21: 108-117.
  24. Kleypas JA, Langdon C (2006) Los arrecifes de coral y el cambio de la química del agua de mar de carbonato. Costa Estuar Stud 61: 73-110.
  25. Osinga R, Schutter M, Griffioen B, Wijffels RH, Verreth JAJ, et al. (2011) La Biología y Economía de Coral Crecimiento . Mar Biotechnol 13: 658-671.
  26. Wijgerde T, van Melis A, Silva CIF, Leal MC, Vogels L, et al. (2014) Red Light reprime la Photophysiology del pistillata escleractinios Coral Stylophora. PLoS ONE 9 (3):. E92781 doi: 10.1371 / journal.pone.0092781
  27. Wijgerde T, Silva CI, Scherders V, van Bleijswijk J, Osinga R (2014) calcificación Coral bajo la dinámica de la saturación de oxígeno y pH diarios revela el importante papel de oxígeno. Biología abierta, doi: 10.1242 / bio.20147922
  28. Schutter M, van der Ven RM, Janse M, Verreth JAJ, Wijffels RH, et al. (2011). La intensidad de luz, duración fotoperiodo, flujo de luz diaria y el crecimiento de coral de Galaxea fascicularis en un ambiente del acuario: una cuestión de fotones . J Biol Mar Assoc UK 1: 1-10.
  29. Herfort L, Thake B, Taubner I (2008) estimulación Bicarbonato de calcificación y la fotosíntesis en dos corales hermatípicos . J Phycol 44: 91-98.
  30. Marubini F, Ferrier-Páginas C, Furla P, Allemand D (2008) calcificación Coral responde al agua de mar acidificación: una hipótesis de trabajo hacia un mecanismo fisiológico . Arrecifes de Coral 27: 491-499.
  31. Jokiel, PL (2011) El coral modelo de flujo de protones dos compartimentos arrecife: Un nuevo enfoque en relación a nivel de tejido procesos fisiológicos a la morfología bruto corallum. J Exp Mar Bio Ecol409: 1-12.
  32. Colmillo LS, Chen, YWJ, Chen, CS (1989). ¿Por qué la punta blanca de corales pétreos crecer tan rápido y sin zooxantelas? Mar Biol 103: 359-363.
  33. Dunn JG, Sammarco PW, LaFleur G (2012). Efectos de fosfato en el crecimiento y la densidad ósea en el escleractinios coral Acropora muricata : Un enfoque experimental controlado. J Exp Mar Bio Ecol411: 34 -44.
  34. Mallela J, Lewis SE, Croke B (2013). Coral esqueletos proporcionan evidencia histórica de fósforo escorrentía en la Gran Barrera de Coral. PLoS ONE 8 (9):. E75663 doi: 10.1371 / journal.pone.0075663
Articulo con autotraducción de google y extraido de la pagina: http://www.advancedaquarist.com/.

Captura de peces por el método “Cianuro”

Hoy toca hablar del método de algunos “recolectores de fauna marina”. Empezaremos hablando de como afecta en seres humanos y fauna marina:

  En el agua de mar, el cianuro de sodio se descompone en iones de sodio y de cianuro. En los seres humanos, estos últimos bloquean la proteína transportadora de oxígeno,hemoglobina; la concentración de hemoglobina en los peces está estrechamente relacionada con la de los seres humanos, y puede combinarse con el oxígeno aún más rápido. A través de la combinación irreversible de los iones de cianuro en el dominio proteico activo, al oxígeno se le impide llegar a las células, resultando un efecto similar a la intoxicación con monóxido de carbono. Los pólipos de coral, los peces jóvenes y las huevas son más vulnerables, mientras que los peces adultos pueden soportar dosis algo mayores. Es sabido que el uso de cianuro causa la mortalidad de corales en laboratorios en dosis medidas, sin embargo, estos datos son muy difíciles de cuantificar en lo que respecta a las poblaciones silvestres. En los seres humanos la ingestión o inhalación de cianuro conduce a la pérdida de conocimiento dentro de un minuto; luego de ello,asfixia. Las dosis más bajas conducen a la discapacidad temporal o permanente, y/o insuficiencia sensorial, lo que es un peligro constante para los pescadores.

Continuamos con la técnica usada y sus consecuencias:

Generalmente, los pescadores bucean en el mar sin la ayuda de respiración artificial, aunque algunos usan aparatos ilegales y altamente peligrosas donde el aire comprimido es enviado por delgados tubos de respiración. Cuando llegan a los arrecifes de coral, rocían con una botella atomizadora las tabletas de cianuro de sodio trituradas y disueltas en agua entre las capas individuales del arrecife, tras lo cual se recogen los peces atontados por el veneno. Los peces comestibles, se colocan primero entre diez a catorce días enagua dulce para el “lavado”, luego de lo cual unos se venden para el consumo general y otros se destinan a acuarios. Estudios recientes han demostrado que la combinación del uso del cianuro y el estrés post captura produce una mortalidad de hasta un 75% de los organismos dentro de menos de 48 horas después de la pesca. Con un número tan alto de mortalidad, un mayor número de peces deben ser capturados a fin de complementar las especies que morirán.

Los peces de coral más coloridos, aquellos particularmente excéntricos y poco comunes son envasados en bolsas de plástico, aproximadamente hasta dos tercios de estos peces mueren durante el transporte. Según estimaciones, entre el 70 a 90% de los peces de acuario exportados desde Filipinas se capturan con cianuro. Debido al estrés post captura y los efectos del cianuro, los peces están obligados a tener una vida más corta de lo habitual en acuarios.

  Muchas zonas de pesca y buceo en el sudeste asiático, ya severamente dañadas por el impacto de la pesca con dinamita, se han arruinado o perdido por completo a causa la pesca con cianuro. La mayoría de los corales de lento crecimiento, en particular las variedades dendríticas, constituyen un área de seguridad particularmente importante para los peces jóvenes y los huevos, pero ahora están desapareciendo. Aunque la mayoría de los métodos de pesca legal e ilegal no pueden por sí solos destruir un ecosistema estable, tras los efectos de la sinergia, se ha producido una ruptura casi total de grandes zonas costeras, las que antes eran excelentes zonas de pesca.

Sabiendo esto pienso que debemos ser consecuentes e intentar evitar la compra de animales capturados de esta forma.